BL-AC40TS 生物探針 DNA折紙、掃描 液相探針

BioLever mini 的突出特點

1. 液體中 AFM 數據采集的時間節省

在空氣中約 110 kHz 和水中約 25 kHz 的高共振,而其小彈簧常數約為 0.1 N/m。高共振懸臂值得快速掃描,以縮短數據采集時間,并在放大樣品表面的目標區域時進行平滑快速的操作。

2. 液體中的高分辨率測量

尖端半徑為 10 nm(典型值)的銳化硅尖端

3. 液體中力曲線測量靈敏度高

  • 長度約為 40 微米的短懸臂有利于 AFM 中光束偏轉傳感器的高靈敏度。
  • 小面積杠桿對生物分子的形狀變化反應迅速,弛豫時間短。
  • 熱振動譜中的噪音更小

4. 在與熒光光學顯微鏡結合的 AFM 系統中使用

氮化硅懸臂,最大限度地減少了其自發熒光,不會成為熒光觀察的障礙。

5. 預分離芯片

每個懸臂芯片都被隔離在外殼中。外殼一打開,芯片就可以連接到 AFM 儀器上。

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BL-AC40TS-C2

 

“BioLever mini”有一個兩層結構的硅探針(見右圖)。探針支架上的探針看起來是四面體,并且通過氧化過程進一步銳化了頂點。它顯示出比傳統金字塔形尖端更高的縱橫比。

由于尖端鋒利,建議使用“BioLever mini”在生物分子、DNA 鏈等研究中將圖像分辨率提高一個檔次。

長尖端的工作原理是對生物細胞等相對較厚的樣品進行 AFM 成像。

BL-AC40TS-C2

生物樣品,如散布在云母基底上的 DNA 鏈,在基底上的密度不會均勻。那么,在觀察這樣的樣品時,會從大面積到小面積對樣品進行多次掃描。一系列的觀察步驟,會不斷重復,直到在一定的放大倍數下清楚地揭示出一個興趣點。然而,以前的大尺寸懸臂由于在水中的阻尼大,無法在水中快速掃描。眾多運營商所渴望的,是縮短搜索時間,以確認掃描區域是否包含目標DNA。在觀察系列的早期階段,快速成像比高分辨率成像更有利??焖賿呙栊枰?ldquo;BioLever mini”這樣的在水中具有高共振的懸臂。

Stretching curve of a protein with "Bio-Lever mini"

Stretching curve of a protein with 'Bio-Lever mini' ( Data Courtesy of Dr. M. Kawakami, Leeds Univ. U.K.)

帶有“Bio-Lever mini”的蛋白質拉伸曲線(數據由利茲大學 M. Kawakami 博士提供。英國。)
對于水中的力曲線測量,小面積杠桿受到的水阻尼較小,因此它可以快速響應生物分子的形狀變化,并且弛豫時間短。

note

在使用'BioLever mini'時,建議在液體中進行AFM系統控制參數的調整,如激光傳感器光斑的位置調整、反饋伺服增益等。因為“Bio-Lever mini”是專為在液體中使用而設計的。

BioLever mini

“BioLever mini”(左圖)在觀察染色生物樣品的熒光時比傳統氮化硅懸臂梁(右圖)發出的自發熒光更少。 “BioLever mini”對熒光光學顯微鏡的干擾比傳統的軟懸臂探針少。

 

 

 

BL-AC40TS-C2   納米力學量測應用:
使用 BL-AC40TS (Olympus) 探針在 Cypher S AFM (Asylum Research) 上通過快速力映射模式對水中的肽組件和絲納米纖維進行納米力學測量。將 50 μL 稀釋樣品的等分試樣滴在新切割的云母表面 ( φ = 10 毫米,Ted Pella)并在成像前在潮濕的室內靜置 30 分鐘。在將懸臂浸入水中之前,首先使用 Asylum Research 軟件的內置 GetReal 函數校準懸臂彈簧常數和空氣中的靈敏度,然后通過捕獲和擬合懸臂在水中的熱譜來計算懸臂在水中的靈敏度。水。所有力圖均以 0.5 Hz 的掃描速率和 256 × 256 像素的分辨率獲得。每個像素的楊氏模量是通過使用 Igor Pro (WaveMetrics Inc.) 用 JKR 模型擬合力-壓痕曲線來獲得的。對于每個模量圖,

在 Cypher S AFM (Asylum Research) 上使用由 0.6 N/m 標稱剛度和 0.6 μm 直徑 SiO 2 的氮化硅懸臂組成的圓尖探針對水合狀態的散裝絲納米纖絲凝膠進行納米壓痕連接在探針末端的珠子 (Novascan Technologies)。實驗前,懸臂在空氣中的靈敏度是通過壓入硬表面(載玻片)來校準的,然后通過捕獲和擬合懸臂在空氣中的熱譜來校準彈簧常數。然后將懸臂浸入水中,通過熱法再次獲得其在水中的靈敏度。在每個位置進行 20 × 20 μm 面積上的 6 × 6 壓痕網格,每個樣品至少壓入六個不同的位置。數據采集??的速率為 1.0 μm/s,撤回距離為 1.0 μm,偏轉觸發器為 100 nm。使用 Hertz、JKR 和 Oliver-Pharr 模型分析力-壓痕曲線,假設泊松比為 0.33。


BL-AC40TS-C2  DNA 折紙
將含有 DNA 折紙裝置和靶標 (3 μl) 的混合物沉積在新鮮切割的云母上;添加額外的 1×TAE/Mg 2+緩沖液 (200 μl);成像是在流體 DFM 掃描模式下使用 BL-AC40TS 尖端(奧林巴斯)進行的。典型的縮小圖像顯示在補充圖 S11-S18 中. 圖像中的 DNA 折紙裝置被視為十字形,當兩端明顯分開并且支點周圍的杠桿明顯沒有平行放置時。當至少有一個末端被清楚地識別為頭對頭(靠近凹面的杠桿末端)或尾對尾(杠桿的另一端)時,它們被算作平行形式接觸,或當至少有一個末端明顯觀察到頭對尾接觸時變成反平行形式。




BL-AC40TS-C2 測量胚胎細胞的機械性能

定制的原子力顯微鏡46用于繪制海鞘胚胎樣品的相對高度和表觀楊氏模量E。原子力顯微鏡安裝在直立式光學顯微鏡(Eclipse FN1,尼康)上,具有用于光學杠桿系統的液浸物鏡(plan fluor,×10,Nikon),如先前報道的46我們使用了標稱彈簧常數 <0.1 N/m 的矩形懸臂(Biolever-mini,BL-AC40TS-C2,Olympus)。在實驗之前,使用商用原子力顯微鏡(MFP-3D,Asylum Research)中內置的熱波動程序在液體環境中確定懸臂的彈簧常數。為了實現明確定義的接觸幾何形狀并防止懸臂梁和樣品表面之間的接觸,兩個半徑R為約 5 μm (Funakoshi) 從 AFM 尖端與環氧樹脂膠 (Nichiban) 串聯排列。

AFM力圖測量是在18°C的胚胎上部區域的一部分中進行的,使用LabVIEW軟件(National Instruments)控制的壓電掃描儀(E-761,Physik Instruments),其中胚胎樣品弱粘附在培養皿,從而高度防止異常細胞分裂。然而,弱附著力偶爾會引起意想不到的小波動。因此,AFM 的映射位置被手動改變,以根據樣本波動追蹤發育過程中胚胎的大致相同區域。掃描范圍約為 72 × 72 μm,間距為 3 μm。單個映射圖像的采集時間約為 3 分鐘,掃描速度較慢,這減少了胚胎樣本的意外移動。最大加載力設置為 0.6 nN。21 .

 

BL-AC40TS-C2  Nanomechanical property of C22 phage( C22 phage 納米壓痕)

AFM 成像測量是用 NanoWizard 3 BioScience AFM (JPK, Bruker) 進行的。在液體條件下以非接觸模式(交流模式)收集圖像。在液體條件下收集的噬菌體樣品數據包括噬菌體結構17 的形狀、形態和尺寸。在非接觸模式下,當懸臂在樣品表面(X 軸和 Y 軸)上掃描時,末端帶有納米尺寸尖端的 AFM 懸臂會發生振蕩。響應振幅被轉換為樣品的高度(Z 軸)。
除了溶液中的成像能力外,還可以通過在力譜模式下應用基于 AFM 的納米壓痕技術,從它們的剛度來評估病毒顆粒的納米機械特性。使用 BioLever mini BL-AC40TS-C2 (Olympus) 懸臂,通過熱調諧確定彈簧常數為 0.02 至 0.14 N/m。C22噬菌體粒子的中心區域通過在粒子圖像完全收集后選擇粒子的中心來精確定位。在單個足狀病毒顆粒的中心區域施加約 1 nN 的力(圖 1a,左)。力-距離(FD)曲線(圖 1a,右)在 C22 噬菌體顆粒(藍色曲線)上與云母表面上的 FD 曲線(紅色曲線)一起收集。藍色曲線說明了粒子和懸臂的壓痕,而紅色曲線說明了懸臂的壓痕。因此,兩條曲線之間的距離差異表明 C22 噬菌體顆粒上的壓痕。從 FD 曲線的線性區域計算的斜率被視為剛度或彈簧常數值(每距離的力,單位為 N/m)。從顆粒上的壓痕中提取的剛度和從云母表面上的壓痕中提取的剛度是基于 C22 噬菌體顆粒的剛度在別處28 中描述的。

 

BL-AC40TS-C2   LLO(李斯特菌溶血素)孔成像
原子力顯微鏡 (AFM) 也可用于通過與膜插入相關的低聚物高度的降低來區分前孔和孔。AFM 成像顯示兩個 pH 值之間的孔半徑沒有差異。然而,它清楚地顯示了在任一 pH 值下功能孔高度分布的異質性,表明 LLO 孔具有高可塑性,并且膜插入是 LLO 低聚物的漸進過程。我們進一步表明,觀察到的孔的 pH 依賴性電導受 H311 調節,H311 是 LLO 獨有的殘留物。突變分析表明,H311 調節 LLO 單體的構象穩定性以及孔形成的動力學,并且該 His 側鏈的缺失導致與 pH 無關的電導曲線。最后,延時 AFM 成像顯示一些孔和弧融合成形狀不規則且尺寸比預期大得多的孔,這可能與感染期間李斯特菌的細胞運輸有關。突變分析表明,H311 調節 LLO 單體的構象穩定性以及孔形成的動力學,并且該 His 側鏈的缺失導致與 pH 無關的電導曲線。最后,延時 AFM 成像顯示一些孔和弧融合成形狀不規則且尺寸比預期大得多的孔,這可能與感染期間李斯特菌的細胞運輸有關。突變分析表明,H311 調節 LLO 單體的構象穩定性以及孔形成的動力學,并且該 His 側鏈的缺失導致與 pH 無關的電導曲線。最后,延時 AFM 成像顯示一些孔和弧融合成形狀不規則且尺寸比預期大得多的孔,這可能與感染期間李斯特菌的細胞運輸有關。

通過 AFM 成像的 LLO 孔形成動力學。
(a) 野生型 LLO 在 SLB 上在 pH 5.5 上形成孔的時間過程。每個圖像左上角的數字以分鐘為單位顯示時間。高度刻度上的顏色代碼與圖 1C 中的相同比例尺長度對應于 100 nm。(b) 在 pH 5.5 的 SLB 上掃描野生型 LLO 寡聚體。白色星號標記脂質雙層補丁。黑色箭頭表示弧狀結構。由彼此面對的弧形形成的大多孔結構用白色箭頭標記。比例尺長度對應于 500 nm。( c )由 H311A 突變體在 pH 5.5 的 SLB 上形成的寡聚物的時間演變。上半部分:四次 AFM 掃描,以 5 分鐘的時間間隔采集,顯示新結構的生長和融合,具有已形成的環(黑色箭頭)和大型結構的閉合,主要由連接的弧組成或輪廓化(白色箭頭)。在將蛋白質注射到 SLB 后計算面板上方指示的時間。以下:上圖中 AFM 掃描的草圖重建,以清楚地描繪各種蛋白質聚集體的形狀和高度。35 分鐘后,沿著 (c) 中 AFM 圖像中顯示的白線的蛋白質聚集體的高度分布顯示在圖像下方。

 

 

 


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